大鼠脑缺血再灌注模型
造模方法
大鼠麻zui仰卧固定于恒温手术台上。暴露颈总动脉颈（CCA），分离颈内动脉（ICA）和颈外动脉（ECA）。CCA近心端结扎并另备线，ICA远端放置微型动脉夹，在CCA靠近分叉处插入鱼线，即线栓由颈内动脉分叉处计长度为1.85±0.05cm，说明丝线头端己到达ICA分支MCA以和大脑前动脉（ACA）的分叉处，阻断了同侧ICA和经ACA来
动物神经系统模型
大鼠脑缺血再灌注模型
造模方法
大鼠麻zui仰卧固定于恒温手术台上。暴露颈总动脉颈（CCA），分离颈内动脉（ICA）和颈外动脉（ECA）。CCA近心端结扎并另备线，ICA远端放置微型动脉夹，在CCA靠近分叉处插入鱼线，即线栓由颈内动脉分叉处计长度为1.85±0.05cm，说明丝线头端己到达ICA分支MCA以和大脑前动脉（ACA）的分叉处，阻断了同侧ICA和经ACA来自对侧ICA的血供，缺血1h。
手术造模图片
病理判定图片
动物模型的设计原则
相似性
在动物身上人类疾病模型。目的在于从中找出可以推广（外推）应用于的有关规律。外推法（ Extrapolation ）要冒风险，因为动物与人到底不是一种生物。例如在动物身上无效的不等于临床无效，反之也然。因此，设计动物疾病模型的一个重要原则是，所的模型应尽可能近似于人类疾病的情况。
能够找到与人类疾病相同的动物自发性疾病当然。例如日本人找到的大白鼠原发性就是研究人类原发性的理想模型，老母猪自发性冠状动脉粥样硬化是研究人类的理想模型；自发性狗类性与人类幼年型类性十分相似，也是一种理想模型，等等。
实验动物各种体液、的采集方法
消化液的采集
(一) 唾液
1. 直接抽取法 在急性实验中， 可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。
2. 制造腮腺瘘法 在慢性实验中,收集狗的唾液，要用手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。
(二)胃液
1. 直接收集胃液法 急性实验时，先将动物，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一，用此可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。
2. 制备胃瘘法 在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。
(三)胰液和胆汁
在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。
有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。
睡眠剥夺模型
实验用金属箱直径35 cm， 每箱装1只大鼠。REMSD 各组分别置于直径为6.5 cm的小站台上，对照组大鼠置于直径15 cm的大站台上，周围是水环境,水深3 cm，平台在水面以上1 cm，于平台以上14 cm 处放笼罩，上面放水和食物。水温和室温保持在25 C，每日换水并打扫实验箱。REMSD 组大鼠在小台上屈曲而立，在快动眼睡眠(rapid eye movement sleep， REMS) 时，由于伴随全身肌肉松弛和节律性垂头，大鼠落入水中而惊醒，再爬上站台。用此方法自18:00开始连续剥夺大鼠的REMS至相应实验时间点。
旷场实验( open field test， OFT )
实验装置为高60 cm、 底面边长100 cm、内壁涂黑的无盖方箱，底面平均分为25个小方格，正上方2 m处架一摄像机，镜头对准箱底，实验在安静环境下进行，大鼠置于方箱底面中心，同时进行摄像和计时，3 min 后停止摄像,更换动物后，继续进行实验。2次实验之间清洗箱壁及底面，以免上次动物余留的信息影响下次实验结果。计分方法:通过放像设备，观察大鼠3 min内越过的格子数为水平得分，后肢站立次数为垂直得分，两者之和为OFT总得分。REMSD实验前后均进行旷场实验。
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